О контроле качества дезинфекционной работы

Профессор А. А. Поляков Кандидат ветеринарных наук К. И. Терентьева

Всесоюзная научно-исследовательская лаборатория ветеринарной санитарии и дезинфекции MCX СССР

С целью профилактики заболеваний сельскохозяйственных животных в СССР в широких масштабах применяется дезинфекция животноводческих помещений. В осуществлении дезинфекционных мероприятий широко внедряются последние достижения ветеринарной науки в области дезинфекции. При таком размахе дезинфекционных работ в животноводческих хозяйствах возникла необходимость организации контроля качества дезинфекции. Лабораторный контроль практических приемов дезинфекции в медицинской практике основывается на сравнительной оценке обсемеиенности объектов Bact. coli до и после дезинфекции.

Ввиду того, что помещения для животных и их оборудование, подлежащие дезинфекции, значительно отличаются от обеззараживаемых объектов в медицинской практике, поставлен вопрос о разработке специального метода контроля дезинфекции животноводческих помещений.

Разрабатывая метод контроля дезинфекции, мы не располагали какими-либо данными о микрофлоре столь разнообразных объектов конюшни, коровники, птичники, свинарники, железнодорожные вагоны и др.), подлежащих дезинфекции. Мы все же предполагали, что наиболее часто встречающимся микроорганизмом в помещениях для животных является кишечная палочка, и наличие микробов этой группы на поверхности помещений до и после дезинфекции позволит решить вопрос о качестве проведенной дезинфекции.

Поэтому целью наших исследований на первом этапе работы было выяснить, является ли микроб кишечной палочки постоянным обитателем животноводческих помещений (стены, пол и др.), и установить простой и быстрый метод ее выделения из любого материала. Для обнаружения кишечной палочки предложено большое число различных методов. Уже к 1908 г. насчитывалось до 30 разнообразных способов определения присутствия Bact. coli в воде. С тех пор число их возросло во много раз.

В настоящее время ширроко применяются методы бродильных проб. Кроме бродильного метода находит широкое применение и метод прямых посевов воды на твердые дифференциальные среды.

Чтобы разрешить поставленную задачу, мы наносили с помощью трафарета на испытываемые объекты (стена, пол и т. д.) 5 квадратов размером 10X10 см каждый: два на полу (один у передних, другой у задних конечностей животного), два на стенах и один на кормушке. Площадь каждого трафарета тщательно и равномерно в течение 1-2 минут протирали стерильным влажным ватным тампоном, который помещали в баночку со стерильной водой. Доставленные в таком виде в ла бораторию пробы обрабатывали в тот же день.

Для выделения культуры кишечной палочки использовали различные методы и производили высев исследуемого материала: а) на мясопептонный агар, б) на среду Эйкмана с последующим прогреванием и высевом на среду Эндо; в) непосредственно на среду Эндо.

По первому способу материал высевали на две пластинки (чашки) мясопептонного агара.

Пробы для исследования снимали из животноводческих помещений (конюшни конного парка № 5, конюшни ипподрома, коровники, помещения для содержания коз и кур, виварии № 1 и 2). Всего было исследовано 60 проб, при этом оказалось, что на мясопептонном агаре преобладали кокковые, палочковидные грамположительные микроорганизмы и всевозможные виды плесени. Рост кишечной палочки, за единичным исключением, нам обнаружить не удалось, несмотря на многочисленные рассевы отдельных полупрозрачных и прозрачных колоний и проведение их по пестрым рядам с целью их дифференциации. Повидимому, мясо-пептонный агар является менее благоприятной средой для кишечной палочки, чем для другой микрофлоры. Последняя в этих условиях и действовала на первую губительно.

Этот метод, следовательно, не позволил нам положительно решить вопрос о выделении из проб, взятых со стен и пола животноводческих помещений, микробов кишечной палочки.

Возникла необходимость найти другой, более совершенный метод, который давал бы возможность быстрого роста кишечной палочки и задерживал бы рост другой микрофлоры. Поэтому мы перешли к испытанию второго метода выделения культуры кишечной палочки. Засеянный в среду Эйкмана материал выдерживали в водяной бане при температуре 43° пять часов, после чего высевали на среду Эндо (в чашках), которую помещали в термостат при температуре 37°.

Предварительный учет результатов высева производили через 24 часа, окончательный - через 48 часов. Подозрительные колонии при дифференциации на группу coli aeroqenes проводили по средам пестрого ряда.

Пробы для исследования по этой методике брали из коровника, помещений для кур, коз и вагонов после перевозки свиней, коров. Всего было обработано и высеяно 30 проб.

В результате исследования обнаружена в значительном количестве кишечная палочка, при этом в первые сутки на среде Эндо колонии кишечной палочки были бледнорозовые и лишь на вторые сутки приобретали красный цвет с металлическим оттенком.

И, наконец, для выделения кишечной палочки из проб мы испытали метод прямого высева материала на среду Эндо. По этой методике было исследовано 40 проб, взятых в помещениях для животных и вагонах из-под живности. Посредством высевов материала непосредственно на среду Эндо последовательно на 2 чашки мы во всех случаях получали в первые сутки красные колонии кишечной палочки с металлическим оттенком, характерным для кишечной палочки. Такая методика высева материала отличалась сравнительной легкостью выполнения, в то время как прогревание материала в среде Эйкмана в течение 5 часов при температуре 43° требует большого напряжения со стороны работника лаборатории, так как незначительное повышение температуры может привести к гибели микроба.

Однако следует указать, что приготовление среды Эндо сложно и у работников лабораторий всегда вызывает затруднения. Поэтому мы решили использовать другой способ приготовления среды Эндо - с сухим порошком по прописи, изложенной в книге Н. И. Розанова "Микробиологическая диагностика заболеваний сельскохозяйственных животных" (1952 г.). Среды Эндо, приготовленные с сухим порошком, имеют строго телесный цвет, рост кишечной палочки на ней характерен по своей окраске. Способ приготовления этой среды не требует много времени, так как порошки могут быть заготовлены заранее и храниться в готовом виде. Это последнее обстоятельство, нам кажется, облегчит работу периферийных лабораторий.

С целью сравнения методов выявления кишечной палочки непосредственным высевом на среду Эндо и высевом на нее после прогревания по Эйкману мы из 8 железнодорожных вагонов взяли 37 проб и каждую из них высеяли (параллельно) обоими способами. При этом оказалось, что на пластинках, засеянных непрогретым материалом, колоний кишечной палочки развивалось приблизительно в три раза больше, чем на пластинках, засеянных после прогревания со среды Эйкмана.

Сравнительные опыты, следовательно, показали, что для выявления кишечной палочки из проб, снятых со стен и пола животноводческих помещений, можно пользоваться непосредственным прямым высевом материала на среду Эндо, приготовленную с сухим порошком.

Следующей серией опытов мы выясняли, может ли кишечная палочка служить показателем при контроле качества дезинфекционной работы.

Кишечную палочку во взятых после дезинфекции пробах устанавливали бактериологическим исследованием по следующей методике. С одного из каждых двух рядом расположенных квадратов пробу брали до дезинфекции (после очистки и промывки), а с другого после дезинфекции (способ взятия проб смотри выше). В том и в другом случае тампон помещали в нейтрализатор (30 мл) и после нескольких погружений и отжатий оставляли в нем на 5-10 минут.

После выдержки в нейтрализаторе тампон отжимали в жидкости и затем переносили в другую банку со стерильной водой (30 мл). Доставленные в стерильной воде в лабораторию пробы после тщательного отжатая тампона и взбалтывания жидкости высевали на среду Эндо, приготовленную с сухим порошком. Засеянные чашки ставили в термостат, через сутки пребывания их в термостате проводили предварительный, а через 48 часов - окончательный учет результатов исследований. Опыты проводили в свинарнике, в конном парке и железнодорожных вагонах после перевозки в них животных. Всего было снято 80 проб и произведено столько же бактериологических исследований.

На основании полученных нами данных следует считать, что кишечная палочкая может быть показателем контроля дезинфекции. Этот вид микроба является наиболее распространенным в животноводческих помещениях; как правило, кишечная палочка выделяется до дезинфекции (после тщательной очистки) в 100% случаев из проб с пола и в подавляющем большинстве случаев из проб со стен. После правильно проведенной дезинфекции мы в 100% случаев не получили роста кишечной палочки, но в трех пробах вагона № 8 кишечная палочка после дезинфекции была обнаружена. Это явилось следствием нарушений инструкции при выполнении дезинфекции данного вагона (дезинфекция предшествовала промывке). Проведенная работа позволяет нам сделать вывод, что наличие кишечной палочки после дезинфекции может быть показателем плохой дезинфекции и, наоборот, отсутствие ее свидетельствует об удовлетворительно проведенной дезинфекции.

Нам известно также (работы А. А. Полякова), что кишечная палоч- ка по своей устойчивости к химическим дезинфицирующим средствам - равна или превосходит устойчивость других, патогенных для животных неспорообразующих и некокковых микроорганизмов.

И если, следовательно, при дезинфекции будет уничтожена кишечная палочка, будут уничтожены и возбудители таких болезней, как бруцеллез, паратиф, колибациллез, рожа и др. Исключением в этом отношении могут быть возбудитель туберкулеза, мыта и спорообразующая микрофлора, при которых контролем работы по обеззараживанию может служить проверка правильности используемых метода и средств, рекомендуемых указаниями по дезинфекции.

Однако было бы неправильным при контроле качества дезинфекционной работы ограничиться только выявлением кишечной палочки.

Бактериологический контроль следует также дополнить определением качества подготовки помещения к дезинфекции, а также правильностью выбора и приготовления дезинфицирующего раствора.

В связи с вышеизложенным мы полагаем рекомендовать следующую методику контроля дезинфекционной работы. При проверке качества дезинфекционной работы устанавливать: а) качество механической очистки помещения; б) правильность выбора дезинфицирующего средства для данной инфекции и режимов его применения в соответствии с "Указаниями по дезинфекции, дезинсекции, дератизации в животноводческих хозяйствах" и в) наличие кишечной палочки во взятых пробах.

При проверке качества механической очистки осматривают чистоту пола, стен, перегородок и всего оборудования помещений. Кроме того, проверяют тщательность дезинфекции, сбруи и предметов ухода и меры, принятые к обезвреживанию навоза (проведено ли биотермическое обеззараживание, сжигание и т. п.).

Для проверки правильности выбора дезинфицирующего средства и режима дезинфекции знакомятся с актом работы, какой дезинфектант и в какой концентрации применяли для производства дезинфекции, какая была температура дезраствора и количество его, израсходованное на 1 м2. Наконец, для проверки концентрации дезвещества берут, по возможности, пробу из оставшегося неизрасходованного дезраствора для соответствующего химического исследования (процентное содержание формальдегида, активного хлора и т. д.). Бактериологический контроль качества дезинфекционной работы производить по следующей методике. Пробы после дезинфекции (до дезинфекции пробы не берут) берут с пола (в стойле у расположения задних ног животного), с двух стен, в углу и из кормушки. В указанных местах скальпелем или другим предметом намечают квадраты 10x10 см. Каждый квадрат протирают в течение 1-2 минут стерильным влажным тампоном (вес сухого ватного тампона 0,25-0,33 г). Тампон помещают в нейтрализатор (30 мл) и после нескольких погружений и отжатий оставляют в нем на 5-10 минут.

После выдержки в нейтрализаторе тампон отжимают с помощью пинцета и переносят в другую банку со стерильной водой (30 мл).

При применении хлорной извести в качестве дезинфицирующего средства используют для нейтрализации 0,1%-ный раствор гипосульфита в количестве 30 мл; нейтрализатором для щелочных растворов будет уксусная кислота 0,01% в количестве 30 мл. При дезинфекции формалином используют в качестве нейтрализатора нашатырный спирт (1-2%). При дезинфекции креолином, лизолом, серно-карболовой смесью и другими веществами, при которых нет соответствующего нейтрализатора, применяют двукратную промывку в стерильной воде в течение 5-10 минут с последовательным перенесением тампона из одной банки в другую. Доставленные в стерильной воде в лабораторию пробы в тот же день после тщательного отжимания тампона и взбалтывания жидкости высевают на среду Эндо, приготовленную с сухим порошком по прописи, изложенной в книге Н. И. Розанова.

Для высева материал из баночки в количестве 0,3 мл стерильной градуированной пипеткой наносят на поверхность питательной среды Эндо в бактериологическую чашку и шпателем (из пастеровской пипетки) распределяют по ее поверхности, затем этим же шпателем проводят по всей поверхности среды второй чашки. Засеянные чашки ставят в термостат при температуре 37°.

Среду Эндо приготовляют следующим образом. В колбу с 100 мл расплавленного мясопептонного агара (стерильного) всыпают готовый порошок, тщательно размешивают, кипятят на водяной бане в течение 20 минут и разливают по чашкам. Для приготовления порошка берут химически чистые лактозу - 1 г, углекислый кристаллический натрий - 0,1, фуксин основной кристаллический - 0,05, сульфит натрия - 0,25 г, все тщательно растирают в ступке, и сохраняют в виде порошка.

Через сутки пребывания посевов в термостате делают предварительный, а через 48 часов окончательный учет результатов исследований.

При обнаружении на среде Эндо подозрительных на кишечную палочку колоний дифференциацию их проводят по обычно установленной методике (высев на среды пестрого ряда).

Отсутствие во взятых пробах культур кишечной палочки указывает на хорошее качество проведенной дезинфекции.

Рост кишечной палочки на питательных средах при высеве проб, снятых с продезинфицированных объектов, свидетельствует о плохом качестве проведенной дезинфекции.